动物实验及设施设备操作规程
一、人员、物品、实验动物进出中心设施操作规程
（一）人员进出屏障设施操作规程
1、进入实验动物中心的人员包括:实验人员、实验动物中心工作人员、实验动物中心管理人员，其他无关人员未经批准不得入内。
2、屏障环境更衣室和污物走廊严禁将两扇门同时打开,人员进出要随手关门，严格按照入室流程图所示方向和要求单向流动，禁止逆向返回。
3、持校园卡进入二楼实验动物中心，更换拖鞋，存放个人物品。
4、所有进入屏障环境动物实验室的人员必须填写《人员进出屏障环境设施登记表》，登记人员信息、进入时间。
5、入室人员登记完后，进入第一更衣室，关好第一道门，戴手套、口罩 、穿防护服，将门禁卡套在袖口。
6、实验人员进入第二更衣室，关好第一互锁门，带鞋套，整理着装。
7、进入缓冲室，关好第二互锁门，并用消毒液进行手消毒。
8、关好第三互锁门,进入屏障环境设施的洁净走廊，实验人员根据需要进入各实验室或功能室进行各自的操作。
9、各项操作或任务完成后实验人员将污染物、废弃物通过污物走廊带离屏障环境设施进入普通环境设施，将口罩、手套、鞋套、防护服、旧鼠笼均放置在清洗消毒室指定桶内，药品等实验用品放入指定冷藏箱，做好标记，填写记录表。
10、进入动物中心门口缓冲室填写《人员进出屏障环境设施登记表》登记离开时间，取走个人物品，更换拖鞋，填写《实验动物记录表》，离开实验动物中心。
（二）物品进出屏障设施操作规程
1、进入屏障动物室的物品必须是经由高压灭菌、紫外线照射、消毒剂浸泡后的无菌物品。
2、可清洗物品在消毒灭菌前必须进行彻底的清洗;未经灭菌消毒物品禁止入内。
3、可以高压灭菌的物品需经脉动真空灭菌器灭菌后进入，从内储存室取出后待用。走向:清洗消毒室→脉动真空灭菌器→内储存室。
4、不可高压灭菌的物品需经清洗消毒室的传递窗消毒后进入，从内储存室取出后待用。走向:清洗消毒室→传递窗→内储存室。
5、消毒灭菌过的物品贮存时间不宜过长，一般在7天内用完。
6、严禁同时打开高压灭菌器、传递窗两侧的门或盖子。
7、使用后的物品需经过屏障环境的污物走廊退出屏障环境。走向:使用后的物品→污物走廊→清洗消毒室（普通环境）。
8、实验人员使用的防护服、工作鞋、口罩、手套、鞋套、药品等随人员一同退出，放入指定的回收地点。走向:防护服、工作鞋、口罩、手套、鞋套、药品→污物走廊→清洗消毒室、动物解剖室。
（三）动物进出屏障设施操作规程
1、动物进出流向：外环境→动物接收室→传递窗→动物检疫室。
2、实验人员购买动物时，必须从持有《实验动物生产许可证》的单位购买具有《实验动物质量合格证》的动物。运输动物的笼具必须与动物等级的洁净要求相符合，并满足通风换气、搬运、码放等使用要求。
3、实验人员将动物运到实验动物中心门口，填写《实验动物购入记录表》，提交《实验动物生产许可证》、《实验动物质量合格证》，工作人员确认无误后，将运输笼外包装用消毒液擦拭干净放入动物接收室。
4、打开运输笼，仔细检查动物的外表有无异常，判定动物质量好坏。肉眼评判动物质量优良的标准是：营养良好，肥瘦适中；发育正常，肢体匀称并无残缺或畸形；体质健壮，运动活泼；被毛光亮、色正，紧贴身体；皮肤弹性良好，无创伤和异常物；天然孔无异常分泌物或排泄物。
5、发现动物不健康时，应拒收整批动物，并报告兽医；未见异常时，方可接收动物。接收动物时，工作人员用清洁笼具将动物从传递窗转入检疫室（不得将运输笼传入清洁区）。接收动物后，将验收结果如实记录在《实验动物进入屏障环境设施登记表》上，并请实验人员签署意见。
6、动物在检疫室的观察期为3-7天。工作人员每天应密切观察并记录动物的基本状况，发现异常情况，应随时报告兽医或有关人员，经观察确认无异常后，转入饲养室进行饲养。
7、死亡、淘汰动物和和需带走动物均须经污物走廊带出屏障环境，并且填写《动物实验记录表》、《实验动物处理登记表》，必要时，于解剖室按照有关SOP进行必要的解剖和取样，处理后的动物尸体和处死淘汰动物尸体放到指定冰柜保存。
（四）人员进出普通环境设施操作规程
1、进入动物室的人员包括:实验人员、实验动物中心工作人员、实验动物中心管理人员，其他无关人员未经批准不得入内。
2、人员进出要随手关门，严格按照入室流程图所示方向进入。
3、持校园卡进入二楼实验动物中心，更换拖鞋，存放个人物品。
4、所有进入普通环境动物实验室的人员必须填写《人员进出普通环境设施登记表》，登记人员信息、进入时间。
5、入室人员登记完后，进入第一更衣室，戴手套、口罩，穿白大衣(自带) ,关好第一互锁门，用消毒液进行手消毒，关好第二互锁门，进入普通环境设施。
6、实验人员根据需要进入各动物室或功能室进行各自的操作。
7、各项操作或任务完成后，实验人员将污染物、废弃物等按原路返回带走，并将手套、口罩，白大衣放到清洗消毒室指定位置，离开普通环境设施。
8、进入动物中心门口缓冲室填写《人员进出普通环境设施登记表》登记离开时间，并取走个人物品，更换拖鞋，填写《动物实验记录表》，离开实验动物中心。
二、实验动物中心主要设备操作规程
（一）脉动真空蒸汽灭菌器操作规程
1、使用前
（1）首先确认电源、水源、压缩空气源。
（2）打开配电箱中的控制设备的电源开关，打开空压机的控制开关，打开水源阀门，观察各压力表的指示是否正常。
（3）观察各管道有无泄露，阀门有无异常
2、使用中
（1）打开设备上的电源开关，点亮触摸屏，这时设备自动加水，水位到后，自动加热，产生蒸汽压力，并使设备预热。
（2）选择所使用的灭菌程序，待夹层压力达到0.21MPa后，继续预热15分钟，将需灭菌物品放入锅内，待触摸屏显示蒸汽压力通后，点触摸屏上门操作窗口，关闭设备前门，按启动键设备进入自动工作状态。（注：关闭大门前，应先检查门胶条是否全部复位，门框是否清洁。）设备运行中，要密切观察设备的运行状况，不得使设备处在无人监管的工作状态下。
（3）灭菌结束后，蜂鸣器报警，待室内压力归零后，按后门操作键，点击设备后门开门键，待门槽真空后，按住开门键至门开，取出灭菌物品，关闭设备后门，如继续使用，请重复上述程序。（注：B、D程序灭菌结束后只能开前门，后门是打不开的）
3、使用后
（1）关好设备大门，关闭电源开关
（2）关闭水源阀门，关闭空压机开关，关闭控制总电源开关。
（3）待夹层压力将至0.03MPa后，打开排泄阀门，排掉蒸汽发生器里剩余的水和蒸汽，待排净后，应随手关闭此阀。
注：在设备运行过程中，必须有专人密切观察设备的运行情况，如发现有异常情况，应立即关掉所有控制电源开关，认真检查是何种原因造成的。如不能自行处理，请与厂家办事处联系。电话：18633817958（马长利）。设备应保持清洁，尤其是内室更应洁净。
（二）RY-Ⅱ-500L双级反渗透制水系统操作规程
RY-Ⅱ-500反渗透系统主机是RO水处理系统的中心环节，一般主机之前有响应的前处理设备，之后有响应的后处理装置（饮用水一般用紫外线仪处理后即能保证直接饮用）。首先应该对系统的预处理进行冲洗和反冲洗，步骤如下：
1、开机
（1）确认水源有水，原水阀门开启；确认预处理各阀门都在运行档位置；
（2）第一次开机应把设备面板左右面的调节阀调到最大，为防止废水量太小或没有造成系统伤害。开启一配电面板部分系统开关到自动，则原水泵指示灯亮、进水电磁阀指示灯亮，随后高压泵运行指示灯亮、冲洗电磁阀指示灯亮，进行开机膜冲洗。
（3）冲洗完毕后系统将自动切换到制水运行状态，电源指示灯亮、进水电磁阀指示灯亮，一级高压泵运行指示灯亮、冲洗电磁阀指示灯灭，延时后二级高压指示灯亮，泵运行。
（4）调节面板右方一级调节阀并观察产水、浓水流量和膜前、膜后压力，使工作压力在0.8—1.0MPa之间，废水比在1：2.5—1：4之间。随后调节左侧二级浓水调节阀，使工作压力在0.8—1.0MPa之间。
（5）系统有低水压保护（低水位保护）和高水位保护功能；当水源停水或低于进水要求水压时，即使打开“系统开关” 系统中的低压控制阀将不会给系统指示，泵不会启动，系统不会运行。当系统水箱注满水后，储水装置中的感应器将给控制系统信号，控制系统收到信号后将自动断电，系统一级设备部分将停止运行。当储水装置水位下降一定高度（根据用户要求可以任意设定）后，感应器又会给系统信号，系统自动通电运行制水。
2、关机
（1）整个系统为全自动控制，需要制水或纯水箱水满是设备将自动开启和自动停机。
（2）要手动停机时，关闭面板上的系统开关到停止位置，整个系统将会停止运行，再根据用户需要可关闭进水开关。
3、注意事项
（1）操作员上岗要求：
a) 有水处理系统操作经验或经过正式的操调试、培训，熟悉水处理工艺流程及工作原理；
b) 了解基本的水质分析及水质检验知识；
c) 爱岗敬业、工作认真、细心负责，做好运行记录和交接班工作。
（2）纯净水处理系统工作间卫生要求：
d) 工作间应洁净整齐，墙面地面应达到无尘要求，设备、管路、储水装置、各泵表面洁净，水沟保持无杂物；
e) 应每天定时和不定时进行卫生打扫；
f) 操作间门窗为常关状态，进出随手关门，非操做人员不应进入操作间；
g) 非工作状态下，要关闭照明灯。
（三）工艺条件
1、操作间温度：10—45℃ 最佳温度：25℃±5℃；
2、进水压力：0.25 Mpa—0.4Mpa；
3、膜前压力为0.8—1.0 Mpa；
4、净水产水管路水压应为0，即无阻力出水；
三、中心日常环境维护和消毒
（1）物品消毒
原则：凡耐高压物品，均采用高压消毒的方法。包括饲料、垫料、笼具、水、水瓶、隔离衣等。不能高压物品，擦拭干净，用消毒夜浸泡后，再由传递窗进入饲养室准备间。
方法：将分装好的饲料、垫料、水等物品，由外门放入真空灭菌器内，关好门，设定好程序，检查无误后，启动灭菌器，待程序结束后，由内门将消毒物品直接移入饲养室，关好内门。
（2） 笼具架
a.先将笼具架用中性洗洁液擦拭，擦净污渍，再用清水冲净，最后抹布擦干。可以高压蒸汽灭菌的笼具架用高压蒸汽灭菌。预真空高压蒸汽灭菌器参数为脉动3次、132℃灭菌4分钟，干燥2分钟。
b.不能高压蒸汽灭菌的笼具架擦拭干净、消毒液表面消毒三遍后进入。
（3） 饲养盒和垫料
a.先清除盒内的污物，用水将盒的内外壁冲洗干净，晾干。
b.在适当位置放指示卡，注意饲养盒之间应留有缝隙，然后进行高压灭菌。灭菌参数为脉动3次，132℃4min，干燥2min。
c.灭菌完毕后，应确认灭菌效果达到要求，再将饲养盒放到消毒后室，贴上标签，标明消毒日期。存放时间不超过7d。
（4） 垫料
a.垫料应选择无毒性、无异味、无油脂、吸湿性好、粉尘少的材料。
b.垫料过筛后分装入鼠盒中,每盒2-3cm厚。6个盒子一摞，每摞最上层盒子不装垫料。置于高压蒸汽灭菌器灭菌室中。关闭高压锅门，灭菌参数为脉动3次、132℃灭菌5min、干燥3min。灭菌后的垫料贴上标签，标明灭菌日期。存放于消毒后室。存放时间不超过7d。
（5） 饮水瓶
a.清除饮水瓶里的剩水，清水冲净。将其置于容器中，放入指示卡。
b.灭菌参数为脉动3次、132℃3min、干燥2min。
c.检查指示卡的颜色，确认灭菌效果达到要求，贴上标签，标明灭菌日期，放在消毒后室。存放时间不超过7d。
（6）饮水
a.将水瓶充分洗净后，摆放入盒，然后瓶中装入无菌水，将瓶塞歪放在瓶口上，不要盖紧。在水瓶的适当部位贴上指示卡。然后放入高压蒸汽灭菌器进行灭菌。灭菌参数为置换20min、125℃30min。
b.灭菌后，查看指示卡的颜色，确认灭菌效果达到要求，将饮水瓶盖子盖紧，直接放入饲养室。存放时间不超过7d。
（7） 饲料
首先检查饲料是否腐败、变质，确认质量合格后，将饲料分装成小袋，随机在两袋中放置指示卡，扎好袋口，高压蒸汽灭菌器灭菌室内上下层各放置一袋，袋与袋之间要有充分的空隙。关闭灭菌器门，灭菌参数为脉动3次、132℃灭菌4min、干燥5min。标明灭菌日期。存放时间不超过7d。
（8）衣服、毛巾
a.用中性洗涤剂洗净衣服、毛巾，清水冲洗干净，晾干，叠整齐。
b.将衣服、毛巾根据尺寸大小分开并用双层布袋包裹严密，将指示卡随机插入衣服袋中。灭菌参数为脉动3次，132℃4min，干燥4min。
c.检查指示卡颜色，确认灭菌效果达到要求，置于第二更衣室衣柜中。
（9） 新购置的物品
a. IVC、笼具架等大型物品在一楼拆去包装，检查有无昆虫，然后搬至专用区域，进行安装、消毒。
b.消毒时，将笼具架的轱辘泡在消毒液中，笼具架表面用消毒液擦拭。一般可用季铵盐类消毒液如新洁尔灭，也可以用百毒杀等。擦拭完毕喷雾消毒。再次检查其表面是否还有污物、昆虫等，然后进行第二次喷雾消毒。搬至洁净区入口处进行第三次喷雾消毒。
c.其它物品进入均按相应操作规程。
（10） 物品的定期消毒
a.笼具架在每次更换垫料时用2～3％新洁尔灭或0.5%百毒杀消毒液擦拭。
b.手消毒液定期更换。
c.室内排气口的初效过滤器每周清洗一次，然后用上述消毒液浸泡，沥干水分后重新装上。IVC的初效过滤介质每周清洗消毒一次。
d.传递窗每次使用后用消毒液擦拭，紫外灯照射15min。
e.饮水瓶、饲养盒每周高压灭菌1次，饲养盒盖每月高压灭菌一次。
（11） 环境清洁消毒
动物实验室台面、地面及走廊每日工作后用抹布和墩布擦拭一次，每周一和周四用1％甲酚皂消毒液或0.1％新洁尔灭溶液擦拭或0.5％过氧乙酸喷雾消毒一次；三种消毒每三周更换一次，交替使用。周边环境卫生区每天打扫，拖地，每周至少消毒两次。紫外灯每天早晚开启两次，每次15分，不能与日光灯同时开启。
（12） 实验用仪器设备的清洗消毒
a.实验用的分析仪器和设备使用完毕后，用绸布擦拭后再用棉球蘸取75％酒精擦拭一次。
b.实验中所用的器皿应洁净，其内壁应能被水均匀的润湿而无水的条纹且不挂水珠。
c.实验中的烧杯、锥形瓶、量杯等一般的玻璃器皿在实验完毕后，用2％洗涤灵或1％洗衣粉刷洗，再用水冲洗干净，然后用水洗2～3次。
d.滴定管、吸管、容量瓶等器皿使用后用洗液浸泡4小时，取出后用水冲洗干净，然后用纯化水润洗2～3次备用。
（13） 清洁液的配制
a. 2％洗涤灵液的配制：取洗涤灵20ml，加水至1000时，做为清洗用。
b. 1％洗衣粉的配制：取洗衣粉30克，加水至3000ml，做为洗涤用。
c. 洗液的配制：称取重铬酸钾80克，加少量蒸馏水加热，使其溶解，待半冷后，缓慢加入浓硫酸液100时，然后加蒸馆水至1000ml即成。采取此方法制备时一定要注意安全，切不可把重铬酸钾的水溶液加入浓硫酸中，以免引起发热导致爆炸事故。
（14） 消毒液的配制
a.75%酒精溶液：取95%酒精80ml，加20ml水至100ml，即为75%酒精溶液。用于仪器设备擦拭消毒。
b.0.1%新洁尔灭消毒液：取5%新洁尔灭溶液20ml，加水至1000ml，即为 0.1%新洁尔灭溶液。用于室内空气、物品等喷雾消毒。
c.0.5%过氧乙酸溶液：取20%A液及B液各50ml，加水至1000ml，即为0.5%过氧乙酸溶液。用于室内空气、物品等喷雾消毒。
d.0.5%84消毒液：取84消毒液12.5ml，加水至2500ml，即为0.5%84消毒液。用于喷洒、喷雾等消毒。
e.0.05%癸甲溴铵溶液（百毒杀）：取5ml癸甲溴铵溶液，加水至1000ml（1L），即为0.05%癸甲溴铵溶液。用于室内器具喷洒等消毒。
注意事项：各类消毒液配制完成后，要注明名称、浓度、配置日期，及时更换，保证其有效浓度，各类消毒液互换使用。
（15） 每次洗刷消毒须填写记录表。
（16） 环境控制
实验期间每天记录环境温湿度情况。
屏障环境要求：温度20℃～26℃范围；相对湿度40％～70％。
通风换气：合理安排笼架位置，保持室内空气新鲜。氨浓度应小于14ppm，硫化氢含量应低于0.0001％。及时更换过滤介质，初效每周更换二次，中效每月更换一次。
（17）设备管理
空调开启时，每周将空调滤尘网冲洗一次，晾干后再用。禁止空调超负荷运转。
水管、暖气管道应每周检查一次，发现问题及时解决。
（18）操作失误及补救措施
人员进入时，忘记换拖鞋，把拖鞋重新消毒，受累区域重新消毒。
饲料高压过度，发黑炭化，或有发霉时，应废弃不用。
（19）工作日程安排
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时间 |
上午 |
下午 |
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周一 |
加水加料，环境卫生清扫消毒 |
清洗防护服 |
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周二 |
加水加料，更换垫料、消毒 |
清洗防护服 |
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周三 |
加水加料，高压消毒 |
清洗防护服 |
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周四 |
加水加料，消毒笼具、更换垫料 |
清洗防护服 |
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周五 |
加水加料，更换垫料、消毒 |
清洗防护服 |
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周六 |
加水加料，高压消毒 |
清洗防护服 |
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周日 |
加水加料，高压消毒 |
清洗防护服 |
四、屏障设施日常维护规程
（1） 过滤层清洗要求
①初效箱内初效滤层清洗要求：必须在系统待机状态时更换初效
无纺布，主要是根据系统使用状况及季节气候变化情况，一般清洗更换期3天一次，同时清理箱内尘土。
②动物实验室内各个回风窗内过滤网清洗要求：必须在系统待机状态时更换，主要是根据实际情况，见脏时及时取下冲洗干净后即可装上。
（2） 中效过滤袋更换要求
必须在系统待机状态时更换中效过滤袋。主要是根据系统实际使用状况，一般更换期为1个月一次，同时清理箱内尘土。
（3） 动物实验室内各高效过滤器更换要求
在初、中效过滤层确保良好的保护状态下，一般使用周期为3年更换一次。
（4） 每次更换过滤器须填写记录表。
（5）屏障设施开、关操作程序
① 系统开启操作步骤：
冬天：依次开启总电源、开水泵、开启风机、开启电加湿。
夏天：依次开启总电源、开水泵、开启风机、开启风机压缩机、开启制冷压缩机。
② 系统关闭操作步骤：
依次关闭：关闭空调机组、关水泵、分离总电源。
五、开展动物实验的操作规程
1、 动物实验前的准备
（1） 实验设计
①动物的选择。在前人所做工作的基础上选择与自己实验相匹配的合格动物。
② 造模方法。选择造模方法制作的模型应与人类疾病具有相似性，并且具有重复性、可靠性、适用性和可控性，另外还要经济、宜行。
（2） 动物及环境
① 环境的准备。在引入实验动物之前必须严格控制实验动物饲养室及实验室的环境条件。按照不同动物或不同等级动物对环境的不同要求调整环境的各项指标。另外，如果实验动物是由外地购入，应注意运输环境的温度、湿度、饮食及通风，防止途中实验动物被污染或窒息死亡。
② 饲料的准备。直接购入成品饲料或按照有关配比自制饲料，要求所备饲料要满足动物的各个时期或不同微生物等级动物的不同需要。
③ 动物的准备。在购入或领取动物时，应注意向供应部门索取以下资料：a.品种、品系及亚系的确切名称；b.遗传背景及其来源；c.微生物检测状况；d.合格证书；e.饲育单位负责人签名。
2、 实验动物的抓取和固定
（1） 小鼠：通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其他粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心，无名指和小指夹其背部皮肤及尾部，即可将小鼠完全固定。在一些特殊的实验中，如进行尾静脉注射时，可使用特殊的固定装置进行固定，如尾静脉注射架或粗的玻璃试管等。如要进行手术或心脏采血，应先行麻醉再操作。如进行解剖实验则必须无痛处死后，固定于蜡盘再进行。
（2） 大鼠：轻轻抓住大鼠尾巴提起，置于实验台上，用玻璃钟罩扣住或置于大鼠固定盒内，这样即可进行尾静脉取血或注射。如要做腹腔注射或灌胃等操作时，实验者应戴上棉纱手套（有经验者也可不戴），右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，但要避免抓其尖端，以防尾巴尖端皮肤脱落。左手拇指和食指握住大鼠颈部，注意用力适度，防止大鼠窒息，将大鼠尾巴夹在左手无名指和小指之间，即可将大鼠固定在左手中，右手进行操作。
（3） 豚鼠：先用手掌扣住豚鼠背部，抓住其肩胛上方，将手张开，用手指环握颈部，另一只手托住其臀部，即可轻轻提起、固定。
（4） 家兔：先轻轻打开笼门，勿使其受惊，随后手伸入笼内，从头前阻拦它跑动。然后一只手抓住兔的颈部皮毛，将兔提起，用另一只手托其臀部，或用一只手抓住背部皮肤提起来，放在实验台上，即可进行采血、注射等操作。
3、 实验动物的给药、采血和处死操作要求
（1）实验动物给药
①注射给药法
a.皮下注射：注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，把针尖轻轻向左右摆动，容易摆动则表明已刺入皮下，然后注射药物。
b.皮内注射：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。注射后因局部皮肤缺血，在注射部位可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘，为防止药液外溢，最好使用棉签轻按片刻。
c. 肌肉注射：注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。
d. 腹腔注射：先将动物固定，腹部用酒精棉球擦拭消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5cm，再使针头与皮肤呈45°角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。
e.静脉注射：
小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内，用75％酒精棉球反复擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。开始注射时宜少量缓注，如无阻力，表示针头已进入静脉，这时用左手指将针和尾一起固定起来，解除对尾根部的压迫后，便可进行注射。如有白色皮丘出现，说明未穿刺入血管，应重新向尾部方向移动针头再次穿刺。注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复注射，尽量从尾的末端开始。一次的注射量为0.1～0.2ml/10g体重。
豚鼠的静脉注射：一般采用前肢皮下静脉。豚鼠的静脉管壁较脆，注射时应特别注意。
兔的静脉注射：一般采用外耳缘静脉，因其表浅易固定。注射部位除毛，用75％的酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近心端，拇指绷紧静脉的远心端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉的远端刺入血管，移动拇指于针头上以固定，放开食、中指，将药液注入，然后拔出针头，用手压迫针眼片刻以止血。
②经口给药法
a.口服法：把药物放入饲料或溶于饮水中让动物自动摄取。
b.灌胃法：灌胃法是用灌胃器将所应投给动物的药灌到动物胃内。灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成或直接采用灌胃管。
鼠类的灌胃法：用左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口腔插入，压迫鼠的头部，使口腔与食道成一直线，将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食道，可感到轻微的阻力，此时可略改变一下灌胃针方向，以刺激引起吞咽动作，顺势将药液注入。常用灌胃量小鼠为0.2～1ml，大鼠1～4ml，豚鼠1～5ml。
③其他途径给药方法
a. 呼吸道给药：呈粉尘、气体及蒸汽或雾等状态的药物或毒气，均需要通过动物呼吸道给药。
b. 皮肤给药：采用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定的药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。
c. 脊髓腔内给药：此法主要用于锥管麻醉或抽取脑脊液。
d. 脑内给药：此法常用于微生物学动物实验，将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后的各种变化。
e. 直肠内给药：此方法常用于动物麻醉。
f. 关节腔内给药：此法常用于关节炎动物模型的复制。
④实验动物用药量的确定及计算方法
人与动物的用药量换算方法
a.人与动物对同一药物耐受性不同，一般动物的耐受性要比人大，单位体重的用药量动物比人要高。必须将人的用药量换算成动物的用药量。一般可按下列比例进行换算：
人用药量 1
小鼠、大鼠 25～50
豚鼠 15～20
b.按动物体表面积计算的方法：
人的体表面积跟体重有关系，动物的体表面积也与体重有关系。动物的用药量可以通过体表面积进行换算，公式如下：
A＝K×（W2／3／10000）
A＝体表面积，m2
W＝体重，ｇ
K＝常数：K小鼠、大鼠＝9.1 K豚鼠＝9.8 K人＝10.6
（2）实验动物采血
① 大鼠、小鼠的采血方法
a. 剪尾采血。动物麻醉后，将尾尖剪去约5mm，从尾部向尾尖部按摩，血即从断端流出。也可用刀割破尾动脉或尾静脉，让血液自行流出。采血结束后，消毒、止血。用此法每只鼠可采血10余次。小鼠可每次采血约0.1ml，大鼠约0.4ml。
b. 眼眶后静脉丛采血。左手拇指及食指抓住鼠两耳之间的皮肤使鼠固定，并轻轻压迫颈部两侧，阻碍静脉回流，使眼球充分外突，提示眼眶后静脉丛充血。右手持取血管，将其尖端插入内眼角与眼球之间，轻轻向眼底方向刺入，当感到有阻力时即停止刺入，旋转取血管以切开静脉丛，血液即流入取血管中。采血结束后，拔出取血管，放松左手，出血即停止。用本法在短期内可重复采血。小鼠一次可采血0.2～0.3ml，大鼠一次可采血0.5～1.0ml。
c.（股）静脉或颈（股）动脉采血。将鼠麻醉，剪去一侧颈部外侧被毛，做颈静脉或颈动脉分离手术，用注射器即可抽出所需血量。大鼠多采用股静脉或股动脉，方法是：大鼠经麻醉后，剪开腹股沟处皮肤，即可看到股静脉，把此静脉剪断或用注射器采血即可，股动脉较深需先剥离，再采血。
d. 肝门静脉采血。将鼠麻醉，无菌打开腹腔，找到肝门静脉后，用带有头皮针的注射器缓缓抽取血液。一般大鼠可取血10ml左右。
e. 摘眼球采血。此法常用于鼠类大量采血。采血时，用左手固定动物，压迫眼球，尽量使眼球突出，右手用镊子或止血钳迅速摘除眼球，眼眶内很快流出血液。
② 豚鼠采血方法
a. 耳缘切口采血。先将豚鼠耳消毒，用刀片沿血管方向割破耳缘，切口约长0.5cm，在切口边缘涂上20％的柠檬酸钠溶液，防止血凝，则血可自切口处流出。此法每次可采血0.5ml。
b. 背中足静脉采血。固定豚鼠，将其右或左后肢膝关节伸直，脚背消毒，找出足静脉，左手拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手将注射针刺入静脉，拔针后立即出血。
c. 心脏采血。用手指触摸，选择心跳最明显的部位，把注射针刺入心脏，血液即流入针管。心脏采血时所用的针头应细长些，以免发生采血后穿刺孔出血。
③ 兔的采血方法
a.耳缘静脉采血。将兔固定，拔去耳缘静脉局部的被毛，消毒，用手指轻弹兔耳，使静脉扩张，用针头刺耳缘静脉末端，或用刀片沿血管方向割破一小切口，血液即流出。本法为兔最常用的采血方法，可多次重复使用。
b.耳中央动脉采血。在兔耳中央有一条较粗的、颜色较鲜红的中央动脉。用左手固定兔耳，右手持注射器，在中央动脉的末端，沿着与动脉平行的向心方向刺入动脉，即可见血液进入针管。由于兔耳中央动脉容易痉挛，故抽血前必须让兔耳充分充血，采血时动作要迅速。采血所用针头不要太细，一般用6号针头，针刺部位从中央动脉末端开始，不要在近耳根部采血。
c.颈静脉采血。方法同小鼠、大鼠的颈静脉采血。
d.心脏采血。使家兔仰卧，穿刺部位在第三肋间胸骨左缘3mm处，针头刺入心脏后，持针手可感觉到兔心脏有节律的跳动。此时如还抽不到血，可以前后进退调节针头的位置，注意切不可使针头在胸腔内左右摆动，以防弄伤兔的心、肺。
（3） 实验动物的处死
当实验中途停止或结束时，实验者应站在实验动物的立场上以人道的原则去处置动物，原则上不给实验动物任何恐怖和痛苦，也就是要施行安乐死。实验动物安乐死方法的选择取决于动物的种类与研究的课题。
① 大鼠和小鼠
a. 颈椎脱臼法。右手抓住鼠尾用力向后拉，同时左手拇指与食指用力向下按住鼠头。将脊髓与脑髓拉断，鼠便立即死亡。
b. 断头法。用剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉，鼠立即死亡。
c. 击打法。右手抓住鼠尾，提起，用力摔击其头部，鼠痉挛后立即死去；或用木锤用力击打鼠头部也可致死。
d. 急性大出血法。可采用鼠眼眶动脉和静脉急性大量失血方法使鼠立即死亡。
e. 药物致死法。吸入一定量的一氧化碳、乙醚、氯仿等均可使动物致死。
② 豚鼠、家兔
a.空气栓塞法。向动物静脉内注入一定量的空气，使之发生栓塞而死。
b.急性失血法。先使动物轻度麻醉，暴露股三角区，用锋利的杀犬刀在股三角区做一个约10cm的横切口，把股动、静脉全切断，立即喷出血液。用一块湿纱布不断擦去股动脉切口周围处的血液和血凝块，同时不断地用自来水冲洗流血，使股动脉切口保持畅通，动物在3～5min内即可致死。采用此种方法，动物十分安静，对脏器无损伤，对活杀采集病理切片标本是一种较好的方法。
4、 关于善待动物的有关规定
（1） 伦理学原则
保证不用动物进行没必要的试验，只有在用其他替代技术尝试失败后才可以进行动物实验，不给动物造成不必要的疼痛、不安或死亡。使用实验动物进行的任何科学研究都必须符合“3R”原则，并遵循本国的法律和指导方针。实验动物必须采用统一许可的标准进行饲养管理，其建筑设施、笼器具应舒适、安全，同时，要重视动物的社会性及行为需求。
（2） “3R”原则
采用其他手段代替实验动物，尽量减少实验动物用量，设法改良动物实验方法以减少动物疼痛和不安。
①替代 主要包括用体外培养器官、组织、细胞等代替实验动物，用低等动物代替高等动物，用物理或化学方法代替动物实验，或电脑模拟动物实验。
②减少 尽可能地减少使用实验动物的数量。
③优化 主要是指技术路线和手段的精细设计与选择，使动物实验得到良好的结果并减少实验动物的痛苦。
（3） 按照国家科技部2006年9月30日颁发的“关于善待实验动物的指导性意见”（国科发财字[2006]398号）的有关规定执行。
5、 异常毒性实验操作规程
（1） 依据 中国兽药典2015版（一部）附录1141
（2） 原理 本法系指将一定剂量的供试品溶液注入小鼠体内,在规定时间内观察小鼠死亡情况，判定供试品是否符合规定的一种方法。
（3） 试验方法 尾静脉注射
（4） 设备用具 电热干燥箱、鼠盒、时钟、镊子、注射器(1ml)、注射针头(7# 、4#)75%乙醇棉球. 每次用完后的注射器、针头清洗干净后,放入金属制容器内,密闭置电热干燥箱中,用250℃加热30分钟。
（5） 供试品溶液的制备 按品种项下规定的浓度制成供试品溶液。临用前，供试品溶液应平衡至室温。
（6） 实验动物准备
实验用小鼠应健康合格,在试验前及试验观察期内，均应按正常饲养条件饲养,体重在18-22g,将称好体重的小鼠分别平均使用,每批供试品5只,复试时用19-21g的小鼠,每批用10只，做过本实验的小鼠不得重复使用。
（7） 操作方法
① 将各种实验用具及供试品溶液按一定位置安排在工作台上,鼠盒应标有供试品批号,日期的标签。
② 将注射器与注射针头配套后,用少量供试品溶液洗涤三次,弃去洗液,取供试品溶液后排注射器内的气泡,将准确调至所需量。
③ 捉小鼠时在其身后捏住尾巴,放入固定器内,将其尾巴露在外,用左手的拇指和中指拉直, 食指按在固定器上,使小鼠固定。
④ 用镊子取75%乙醇棉球擦试小鼠尾巴,使静脉扩张及消毒。
⑤ 在尾长近尾尖1/4外用左手拇指及食指中指捏住尾巴,右手拿注射器,用针尖与尾巴成一适当角度(小于30°)刺入静脉内,平行推入少许供试品溶液。
⑥ 立即将注射器内拴平行推入,在4-5秒钟内匀速注入供试品溶液0.5ml,并记录时间。规定缓慢注射的品种可延长至30秒。如注射部位皮下发白,且推入药液阻力很大,表示针头未插入静脉内。若三次未注进或药液损失大于0.02ml,应另取小鼠注射。
⑦ 注射完毕拔出针头,随即左手拇 指按住注射部位,并轻轻揉压,使血液及溶液不致流出。
⑧ 立即将小鼠放开,将其在固定器内自由活动,以观察即时反应,并作记录,然后取出小白鼠放入标明批号组别的鼠盒内。
⑨ 照上法继续注射其它各鼠,在每次抽取供试品时均须将注射器内的回血用少量供试品溶液洗涤干净。
（7） 注意事项
① 注射完毕后拔出针头时,如发现药液外溢较多时,此小鼠应废弃,另取小鼠依法操作。
② 试验后,待观察小鼠,喂养方法同试验前。
③ 实验室及饲养室温,一般控制在20-26℃。
（8） 结果判定
非生物制品试验，除另有规定外，全部小鼠在给药后48小时内不得有死亡；如有死亡时，应另取体重19～21g的小鼠10只复试，全部小鼠在48小时内不得有死亡，为符合规定。
生物制品试验要求观察7天。观察期内，小鼠应全部健存，且无异常反应，到期时每只小鼠体重应增加，判定供试品符合规定。如不符合上述要求，应另取体重19～21g的小鼠10只复试1次，判定标准同前。
6、生物活性实验操作规程
（1） 依据 中国兽药典2015版（二部）黄芪多糖注射液生物活性测定
（2） 原理 本法系指将一定剂量的供试品溶液注入小鼠体内,在规定时间内观察小鼠脾指数的变化情况，判定供试品是否符合规定的一种方法。
（3） 试验方法 腹腔注射
（4） 设备用具 电热干燥箱、鼠盒、时钟、镊子、注射器(1ml)、注射针头(7# 、4#)75%乙醇棉球. 每次用完后的注射器、针头清洗干净后,放入金属制容器内,密闭置电热干燥箱中,用250℃加热30分钟。
（5） 供试品溶液的制备 按品种项下规定的浓度制成供试品溶液。临用前，供试品溶液应平衡至室温。
（6） 实验动物准备
实验用小鼠应健康合格,在试验前及试验观察期内，均应按正常饲养条件饲养,体重在18-20g,将称好体重的小鼠随机分成两组（给药组和对照组），每组8～10只。
（7） 操作方法
① 将各种实验用具及供试品溶液按一定位置安排在工作台上,鼠盒应标有供试品批号,日期的标签。
② 将注射器与注射针头配套后,用少量供试品溶液洗涤三次,弃去洗液,取供试品溶液后排注射器内的气泡,将准确调至所需量。
③用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其他粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心，无名指和小指夹其背部皮肤及尾部，即可将小鼠完全固定。
④小鼠腹部用酒精棉球擦拭消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5cm，再使针头与皮肤呈45°角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。
⑤给药组每鼠腹腔注射供试品0.5ml，对照组每鼠腹腔注射生理盐水0.5ml，连续注射7日，每日1次，于最后一次注射24小时后，将动物处死，称体重，取脾称重，计算平均脾指数。
（8） 注意事项
①试验后,待观察小鼠,喂养方法同试验前。
②实验室及饲养室温,一般控制在20-26℃。
（9） 结果判定
生物活性给药组与对照组平均脾指数的差值应≥2。
脾指数＝脾重（mg）/体重（g）
平均脾指数＝组内脾指数总和/组内动物数
7、 过敏反应实验操作规程
（1） 依据 中国兽药典2015版（一部）附录1147
（2） 原理 本法系指将一定剂量的供试品溶液注入豚鼠体内,间隔一定时间后静脉注射供试品进行攻击，观察动物出现过敏反应的情况，以判定供试品是否引起动物全身过敏反应。
（3） 试验方法 静脉/腹腔注射
（4） 设备用具及用具洗涤消毒
① 设备用具:电热干燥箱、鼠盒、时钟、镊子、注射器(1ml)、注射针头(7# 、4#)、鼠笼、75%乙醇棉球。
② 用具洗涤消毒
注射器及注射针头用水及蒸馏水冲洗干净后，放入金属制容器内，密闭置电热干燥箱内250℃ 30分钟即可。
（5） 实验动物准备
实验用豚鼠为清洁级DH豚鼠，体重在250-350g,雌鼠应无孕。做过实验的豚鼠不得重复使用，每批供试品需6只豚鼠。
（6） 操作方法
① 腹腔注射
a. 将各种实验用具及供试品溶液按一定位置按排在工作台上,豚鼠笼上应标有供试品批号,日期的标签。
b. 将注射器与注射针头配套后,用少量供试品溶液洗涤三次,弃去洗液,取供试品溶液后排尽注射器内的气泡并准确调至所需量。
c. 由另外一人用抓起豚鼠，令其仰卧，选腹部部左侧一个位置先用75%乙醇棉球擦拭后，右手持注射器于豚鼠左侧皮下刺入，先不注射，将注射器内拴往回拉一下，内有气泡时证明针头在腹腔内，这时把0.5ml供试品注入进去并记录时间，在注射后15分钟内观察豚鼠的药理反应，照此法共注射6只豚鼠。
d. 连续3次，隔日腹腔注射供试品溶液0.5ml，进行致敏。每日观察每只动物的行为和体征，首次致敏和激发前称量并记录每只动物的体重。然后将其均分为2组，每组3只，分别在首次注射后第14日和第21日，由静脉注射供试品溶液1ml进行激发。观察激发后30分钟内动物有无过敏反应症状。
② 静脉注射
a. 把豚鼠固定好，用75%乙醇棉球把手擦干净，将豚鼠耳朵擦拭干净，选耳轮廓静脉注射，右手持注射器,针尖与耳朵成一适合角度（小于30度）刺入静脉内，平行推注少许供试品溶液。
b. 立即将注射器内拴平行推入,在4-5秒钟内匀速注入供试品溶液1ml,并记录时间,如注射部位皮下发白,且推入药液阻力很大,表示针头未插入静脉内。若三次未注进或药液损失大于0.02ml,应另取小豚鼠注射。
c. 注射完毕拔出针头,随即左手拇 指按住注射部位,并轻轻揉压,使血液及供试品溶液不致流出。
d. 立即将豚鼠放入鼠笼内，以观察即时反应,30分钟后，即可判定供试品是否合格。
③ 结果判定
静脉注射供试品溶液30分钟内，不得出现过敏反应。如在同一只动物上出现竖毛、发抖、干呕、连续喷嚏3声、连续咳嗽3声、紫癜和呼吸困难等现象中的2种或2种以上，或出现二便失禁、步态不稳或倒地、抽搐、休克、死亡现象之一者，判定供试品不符合规定。
8、 热原实验操作规程
（1） 依据 中国兽药典2015版（一部）附录1142
（2） 原理 本法系指将一定剂量的供试品溶液注入家兔耳缘静脉内,观察家兔体温变化的情况，以判定供试品是否具有热原。
（3） 试验方法 耳缘静脉注射
（4） 实验材料及用具
a. 天平 0.01 m g 或 0.lmg、0.l m g 或 l m g、10g
b. 电热干燥箱，250℃ 以上，受热均匀。
c. 恒温水浴
d. 热原测温仪或肛门体温计，精度 0.1℃ 。
e. 家兔固定盒， 盒两侧有通气孔。
f. 实验用具:注射器、烧杯、三角瓶、大称量瓶、吸管、移液管、表面皿、 玻璃棒、广口试剂瓶、直镊、金属制密封器（ 均需除热原）、时钟、脱脂棉或细软卫生纸。
g. 试剂 75%乙醇、凡士林或50%甘油、生理盐水、灭菌注射用水（ 经细菌内毒素检查，含细菌内毒素低于0.25EU/ml)、无热原氯化钠（经250℃ 30分钟或 200℃ lh 或 180℃ 2h加热除热原）。
（5） 实验动物的准备
①供试用家兔 供试用的家兔应健康合格，体重1.7kg以上（用于生物制品检查用的家兔体重为1.7～3.0kg） ，雌兔应无孕。
② 新兔预选
a. 预测体温前7日即应用同一饲料饲养，在此期间内，体重应不减轻，精神、食欲、排泄等不得有异常现象。未曾用于热原检查的家兔或供试品判定为符合规定，但组内升温达0.6℃的家兔；或3周内未曾使用的家兔，均应在检查供试品前7日内预测体温，进行挑选。
b. 测量体温时，测温仪探头或肛门温度计插人肛门的深度各兔应相同约 6cm ,测温时间不得少于 1.5min。
c. 每隔 30min测温1次，共8次。
d. 8次体温均在38. 0～39. 6℃ (—般多选用38. 4～39. 4℃) 的范围内，且最高最低体温差数不超过0. 4 ℃的家兔，可供 3 周内实验用。
e. 录选新兔编号、 登记入兔史记录卡， 未被录选家兔， 可饲养7日再预测体温1次，如仍不符合要求则淘汰。兔史记录卡内容应包括日期、体重、性别、供试品名、正常体温、 温差、结果。
③ 家兔的重复使用
a. 供试品判定为符合规定的家兔，至少应休息48h，方可供下一次实验用。
b. 供试品判定为需复试的家兔，应暂作休息处理，如复试合格，升温 >0.6℃ 的家兔，
应休息2周以上，重新测温挑选后使用。
c. 供试品判定为不符合规定的家兔，不再使用。
d. 对血液制品、抗毒素和其他同一过敏原的供试品在5天内可重复使用1次。
④ 复试 用家兔挑选体重相近、体温相对稳定、正常体温温差小，平均值在38. 8～39. 2℃、 使用次数少的家兔进行实验。使用过抗原性药品的家兔应避免使用。
（6） 实验前的准备
① 测温仪或肛门温度计每3～6个月校验一次，如有异常随时校验，不符合要求者不能使用。
② 用具的除热原 清洗干净的玻璃器皿、注射器、针头、直镊等放入金属制容器内， 密闭， 置电热干燥箱中经250℃ 30min 以上或200℃ l h 以上或 180℃ 2h 以上加热除热原。控温时间应从达到规定温度时开始计时。去除热原未曾开启的密封容器内用具，可供一周内使用。
③ 实验室和饲养室准备
热原检查前1～2日，供试用家兔应尽可能处于同一温度的环境中，实验室和饲养室的温度相差不得大于3℃，且应控制在17～25℃，在试验全部过程中，实验室温度变化不得大于3℃，应防止动物骚动并避免噪声干扰。家兔在试验前至少1小时开始停止给食并置于宽松适宜的装置中，直至试验完毕。测量家兔体温应使用精密度为±0.1℃的测温装置。测温探头或肛温计插入肛门的深度和时间各兔应相同，深度一般约6cm，时间不得少于1.5分钟，每隔30分钟测量体温1次，一般测量2次，两次体温之差不得超过0.2℃，以此两次体温的平均值作为该兔的正常体温。当日使用的家兔，正常体温应在38.0～39.6℃ 的范围内，且同组各兔间正常体温之差不得超过1.0℃。
（7） 检査方法
① 选符合规定的家兔，停止给饲料，称重后置于家兔固定盒内至少 lh，头部固定应宽松适宜，以适用于体重不同的动物。
② 每隔30min 测量家兔体温1次，一般测量2次，两次体温之差不得超过 0. 2℃，不作修约， 以此两次体温的平均值作为该兔的正常体温。平均值计算后修约保留三位有效数字， 如38.9℃，39.0℃ 平均38.95℃，修约至39.0℃。（ 如按《 英国药典》 检查， 可保留四位有效数字如38.95 )。
③ 当日使用的家兔，正常体温应在 38.0～39.6℃范围内，且同组各兔间相差不得超过1℃。
④ 每个供试样品用家兔3只， 在测定正常体温后 15min 内给药。
a. 供试品的剂量，应按各该品种项下的规定注射，缓慢注射的药液，注射速度（除另有规定外）一般为每兔 4～5min，每分钟4～8ml 。
b. 供试品注射的体积，按家兔体重每千克不小于0.5ml，不大于10ml。供试品溶液温热至约 38℃ 后注射， 必要时可用无热原氯化钠调节渗透压。
c. 供试品制备完毕后应在30min内注射于家兔体内（个别品种因给药体积过大,可能超过 30min )。
d. 注射前先用75%乙醇棉球轻擦耳静脉的注射部位，从耳缘静脉耳尖端进针，如进针不利，应顺序向前进行。
e. 注射完毕，拔出针头时，按住针孔下端数秒钟，止血。
⑤ 给药后每隔30分钟测量体温1次，共6次。体温值可保留三位有效数字。
⑥ 温差计算
a. 注射药液后，每隔30分钟按前法测量其体温1次，共测6次，以6次测得体温中最高的一次减去正常体温，为该兔体温的升温值，计算3只家兔体温升高总和。如6次体温均低于正常体温，则升温值以“0”计。
b. 6次体温中最低的一次，减去正常体温，即为降温值。
（8） 结果判断
① 判断复试
a. 初试3只家兔中仅有1只体温升高0. 6℃或高于 0. 6℃， 或3只家兔升温均低于0. 6℃ 但升温的总数达1. 3℃或高于1. 3℃（生物制品规定1. 4℃或1. 4℃以上），应另取5只家兔复试。
b. 3 只家兔升温值均为0，其中有1只降温值>0. 6℃，或3只家兔中有2只降温值在0.5℃，防止降温影响热原检查，可考虑在消除降温的影响因素后（ 如动物体温波动异常、室温变化、注射速度、测温异常等 ) 另取 3只家兔重试。
② 判断合格
a. 初试3只家兔中，体温升高均低于0.6℃，并且3只家兔升温总和低于1.3℃ (生物制品为 1.4°C) 可判断为符合规定。
b. 复试5只家兔中，体温升高0. 6℃或高于0. 6℃的家兔数不超过1只， 并且初复试合并，8只家兔的体温升高总和为3. 5℃或低于3. 5℃ ，可判断为符合规定。
③ 判断不合格
a. 初试3只家兔中，体温升高0. 6℃或高于0. 6℃的家兔数有2只或3只,可判断为不符合规定。
b. 复试的5只家兔中， 体温升高0. 6℃或高于0. 6℃的家兔有2只或多于2只， 可判断为不符合规定。
c. 初复试合并8只家兔的升温总数超过3. 5℃ ，可判断为不符合规定。
用于热原检查后的家兔，如供试品判定为符合规定，至少应休息48小时方可再供热原检查用，其中升温达0.6℃的家兔应休息2周以上。对用于血液制品、抗毒素和其他同一抗原性供试品检测的家兔可在5天内重复使用1次。如供试品判定为不符合规定，则组内全部家兔不再使用。
（9） 灵敏度测试和适用性研究
① 实验用兔灵敏度测试每年应不定期随机抽取体重和使用次数不同的实验用兔按热原检查法要求注射5EU/kg或10EU/kg内毒素标准品，应得到不符合规定的结果。
② 热原检查适用性研究对未规定热原检查限值剂量的药品，可根据该药的药理性质， 在不影响家兔正常生理的前提下，按体重计算（ 人按60kg计），为人用每千克体重每小时最大供试品剂量的2～5倍(化学药品一般为2～3 倍，中药为3～5倍）。在为新品种建立热原检测标准时，建议进行适用性试验，即设限值剂量的供试品组，10EU/kg内毒素组与含 10EU/kg 内毒素的供试品组， 三组同时进行热原检査试验， 前者应无异常反应并符合规定， 后两者应判断为不符合规定。